华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月 329 上皮组织和间充质组织的相互作用早期的牙胚发育始于口腔上皮层增厚, 并内陷入间充质组织形成上皮蕾状结构随着发育的进程, 逐渐形成帽状期 [9] 和钟状期牙胚钟状期牙胚的成釉器结构最终分化形成釉质成釉器包括内釉上皮层 (inn

Size: px

Start display at page:

Download "华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月 329 上皮组织和间充质组织的相互作用早期的牙胚发育始于口腔上皮层增厚, 并内陷入间充质组织形成上皮蕾状结构随着发育的进程, 逐渐形成帽状期 [9] 和钟状期牙胚钟状期牙胚的成釉器结构最终分化形成釉质成釉器包括内釉上皮层 (inn"

久虹文
5 years ago
Views:

1 328 华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月微小 RNAs 在牙釉质发育过程中的表达和作用周雅川周学东郑黎薇口腔疾病研究国家重点实验室, 国家口腔疾病临床研究中心, 四川大学华西口腔医院, 成都 [ 摘要 ] 微小 RNAs(microRNAs) 是一类内源性的短链非编码 RNA, 在转录后水平调控基因的表达, 在各项生物发生过程中发挥重要的调控作用牙釉质发育过程中任何信号的干扰和突变都可能导致牙釉质形成障碍本文对 mirnas 在牙釉质发育过程中的表达和作用机制进行综述 [ 关键词 ] 微小 RNA; 釉质发育 ; 成釉细胞 ; 表达 [ 中图分类号 ] R [ 文献标志码 ] A [doi] /hxkq Expression and function of micrornas in enamel development Zhou Yachuan, Zhou Xuedong, Zheng Liwei. (State Key Laboratory of Oral Diseases, National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, Chengdu , China) Supported by: The National Natural Science Foundation of China ( , ). Correspondence: Zheng Liwei, E- mail: liwei.zheng@scu.edu.cn. [Abstract] micrornas (mirnas) are endogenous short, noncoding RNAs that can negatively regulate gene expression post-transcriptionally. mirnas are involved in multiple developmental events in various tissues and organs, including dental enamel development. Any disruption during enamel development may result in inherited enamel malformations. This article reviews the expression and function of mirnas in enamel development. [Key words] micrornas; enamel development; ameloblast; expression 牙釉质是人体中最坚硬的矿化组织, 由有序排列的羟磷灰石晶体组成, 在人体中行使咀嚼保护和美观等功能牙釉质发育伴随着成釉细胞的分化 [1] 和牙釉质基质的分泌矿化过程发育过程中任何信号的干扰和突变都可能导致牙釉质形成的障碍, 如釉质发育不全 (amelogenesis imperfecta, AI) 微小 RNAs(microRNAs,miRNAs) 是一类短链的非编码 RNA, 能与靶基因 mrna 的 3 端非编码区 (3 untranslated region,3 UTR) 特异性地结合, 在转录后水平调节基因的表达, 在各项关键的生物 [2-3] 发生过程中发挥了重要的作用本文概述了人及啮齿类动物牙釉质的正常结构及发育过程, 总结了 mirnas 在釉质发育过程中的时空性表达谱, 探讨了其参与的相关信号网络调控机制, 从而对 mirnas 在釉质发育过程中的表达及作用有深入的认识, 为釉质发育相关的临床疾病的诊治提供理论基础 [ 收稿日期 ] ; [ 修回日期 ] [ 基金项目 ] 国家自然科学基金 ( , ) [ 作者简介 ] 周雅川, 博士, iamyczhou@outlook.com [ 通信作者 ] 郑黎薇, 教授, 博士, liwei.zheng@scu.edu.cn 1 釉质发育 1.1 牙釉质的结构特点牙釉质是人体内高度矿化的坚硬组织, 由小于 1% 的有机质和大量的无机成分构成, 紧密排列的羟磷灰石晶体聚集成簇, 形成釉柱和釉间柱交错的结 [1,4-5] 构, 为釉质的硬度和弹性提供了物质和结构基础釉质基质依赖于成釉系细胞的合成和分泌功能, 然而伴随着牙齿的萌出, 成釉细胞的凋亡限制了釉质 [5] 的再生啮齿类动物如小鼠的切牙釉质的结构与人牙釉质类似, 但其只分布在切牙的唇侧其牙釉质结构从内到外大致分为四层 : 内层无釉柱结构层釉柱交错结构层釉柱平行排列结构层表层无釉柱结 [6-7] 构层小鼠切牙的釉质随着切端的不断磨耗, 具有终身生长的特点, 因此成为研究釉质发育过程的 [8] 最佳模型 1.2 牙釉质的发育过程人牙釉质的发育过程牙发育过程伴随着口腔

2 华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月 329 上皮组织和间充质组织的相互作用早期的牙胚发育始于口腔上皮层增厚, 并内陷入间充质组织形成上皮蕾状结构随着发育的进程, 逐渐形成帽状期 [9] 和钟状期牙胚钟状期牙胚的成釉器结构最终分化形成釉质成釉器包括内釉上皮层 (inner enamel epithelium,iee) 中间层(stratum intermedium, SI) 星网状层(stellate reticulum,sr) 和外釉上皮层 (outer enamel epithelium,oee) 从钟状期开始,IEE 快速向成釉向序列性分化, 依次形成前成釉细胞前分泌期成釉细胞分泌期成釉细胞和成熟期成釉细胞前成釉细胞通过基底膜与牙本质细胞相邻, 当成牙本质细胞开始分泌形成牙本质基质后, 基底膜结构消失, 前分泌期成釉细胞在牙本质基质矿化环境中进一步分化形成具有分泌功能的分泌期成釉细胞分泌期成釉细胞靠近分泌端细胞膜形成典型细胞突起, 称为 Tomes 突, 分泌釉质基质蛋白, 如釉原蛋白 (amelogenin,amel) 成釉蛋白 (ameloblastin,ambn) 釉蛋白(enamelin, ENAM) [10] 等, 釉质层增厚 Tomes 突含有分泌功 [11] 能和无分泌功能的两侧细胞膜结构, 由此决定了釉质晶体的构象排列, 为釉质的进一步矿化提供了支架结构随着成釉系细胞的进一步分化, 成熟期成釉细胞的分泌端细胞膜呈现锯齿状或平滑面两种 [12] [13] 交替变化的结构, 分泌基质蛋白酶 ( 如 KLK4, MMP20 等 ), 降解基质蛋白, 为釉质的矿化进行调整空间结构随着釉质层的增厚和矿化过程, 釉质的硬度不断加强, 形成高度矿化的坚硬组织啮齿类动物的釉质发育过程啮齿类动物如小鼠的牙胚发育大约始于胚胎期 11.5 d(e11.5), 而釉质层的出现始于出生后 0 d(p0) [9] 小鼠切牙的釉质只存在于唇侧, 与序列性分化的牙上皮细胞层伴行, 完整地展示了成釉细胞分化和釉质形成的各个阶段小鼠切牙的根尖区包含两个干细胞龛称为颈环 (cervical loop,cl), 分别为唇侧颈环 (labial cervical loop,lacl) 和舌侧颈环 (lingual cervical loop, licl), 其中只有唇侧颈环具有成釉向分化的能力随着切端釉质的不断磨耗, 颈环区前体细胞沿牙体 [14] 长轴依次分化形成成釉系细胞前分泌期成釉细胞呈立方样, 细胞核显著, 分泌形成无釉柱结构的釉质 ; 沿切端向移行分化形成的分泌期成釉细胞, 细胞呈高柱状, 分泌端形成突起结构分泌大量釉质基质到细胞外, 釉质晶体成核并延长 ; 成熟期成釉细胞呈矮柱状, 此时釉质晶体的厚度和宽度显著增加, 并矿化形成具有典型的 4 层牙釉质结构 AI AI 是指在釉质发育过程中由于各种因素的干扰导致釉质发育障碍在不同发育阶段的异常干 [15-16] 扰会导致不同的发育障碍表现例如, 异常干扰发生在牙本质 - 釉质基底膜形成的阶段时, 会导致釉质层易于从牙本质表面脱落异常干扰发生在牙釉质基质分泌期时, 会导致基质分泌不足形成菲薄的釉质层, 为发育不良 (hypoplasia) [17] 异常干扰发生在釉质基质矿化的成熟期时, 会导致矿化程度降低形成松软的釉质结构, 为矿化不良 (hypomineralization) [18] 2 mirnas 的生物学功能 mirnas 是一类内源性表达的短链非编码 RNAs, 可以通过互补性结合在 mrna 的 3 UTR, 在转录后 [19-20] 水平调节基因的表达在人类基因组中已预测存在有 500~800 种 mirnas, 几乎所有的基因都受到 [21-24] mirnas 的调控作用大量研究证明,miRNAs 在多项生物学活动中发挥重要作用, 包括形态发生和器官形成过程成熟的功能性 mirnas 的合成是一系列酶联反应的结果首先在细胞核内转录形成单链或发卡样的 pri-mirnas,pri-mirnas 被细胞核内 Drosha 酶剪切形成 pre-mirnas, 并转运到细胞质中, 由细胞浆中的 Dicer 酶剪切形成成熟的单链 mirna [25] mirna 与 Argonaute 蛋白形成 RNA 介导的沉默复合体, 与靶基因 mrna 的互补碱基序列配对结合, 促进其降解或抑制基因的转录 3 mirnas 调节釉质发育过程 3.1 釉质发育过程中 mirnas 的表达谱近年来, 学者们通过实时定量聚合酶链式反应 mirnas 芯片分析高通量序列分析等手段, 比较小鼠牙胚组织及发育各阶段的 mirnas 的时空性表达特点, 提示在牙发育的不同阶段 mirnas 的作用釉质发育过程中 mirnas 的空间性表达谱基于牙釉质唇侧分布及终身生长的特点, 小鼠的切牙结构良好地展示了釉质发育过程的各个阶段, 包括细胞增殖细胞成釉向分化及基质分泌和矿化过程由此, 通过原位分离切牙不同部位的组织 ( 唇侧颈环舌侧颈环成釉系细胞区 ), 分别提取 RNA 进行芯片分析, 构建了釉质发育过程中 mirnas 的空 [5-6,26] 间表达谱研究发现唇侧和舌侧颈环区相比较有 26 种差异性表达的 mirnas, 唇侧颈环和成釉系细胞区相比有 35 种差异性表达的 mirnas 其中, 实时定量聚合酶链式反应技术确认了 mir-31 在唇侧颈环

3 330 华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月区表达显著高于舌侧颈环区, 而 mir-138 在成釉系细胞区表达明显高于唇侧颈环区 mirnas 表达谱的建立提示了特异性的 mirnas 参与了牙上皮前体细胞的 [5] 增殖更新及成釉向分化过程釉质发育过程中 mirnas 的时间性表达谱学 [27] 者通过收集小鼠不同发育时期的牙胚组织行 mirnas 芯片分析, 发现牙胚发育早期的蕾状牙胚中 Drosha 酶和 Dicer1 酶的表达水平显著高于牙胚牙冠形成时期, 同样的颈环干细胞区的 Drosha 酶和 Dicer1 酶的表达水平显著高于成釉系细胞区, 提示 mirnas 在釉质发育过程中发挥 RNA 干扰的作用 Michon [28] 证实了在 E16 牙胚主要表达 mir-140 mir-875-5p mir-31 和 mir- 141, 而 E18 牙胚主要表达 mir-689 mir-455 mir- 720 和 mir-711 某些特异性表达的 mirnas 被进一步研究, 如 mir-135a 在蕾状期和帽状期牙胚高表达, 在内釉上皮层不表达 ;mir-689 在成釉器高表达, 随分 [29] 化进入晚钟状期 E18 后移行进入釉结区域 3.2 mirnas 在釉质发育过程中的动物学研究牙上皮条件性敲除 mirnas 的转基因小鼠模型由于 Dicer1 是成熟 mirna 形成过程中不可或缺的物质, 体内条件性敲除 Dicer1 构建的 Cre/Dicer1 flox/flox 的小鼠模型, 实现了特定时间在小鼠体内特定组织中敲除 mirnas 的表达, 被广泛用于 mirnas 时空性表达特点和作用机制的研究口腔上皮组织特异性表达的基因主要有 Pitx2 K14 和 Shh, 其中 Pitx2 和 Shh 在胚胎早期 E10.5 即被检测出局限性的表达在口腔上 [30-31] 皮组织中, 而口腔上皮中 K14 的表达在 E12 被检 [32] [9,33-34] 测到学者们通过构建 Pitx2-Cre/Dicer1 flox/flox 转基因小鼠 K14-Cre/Dicer1 flox/flox 转基因小鼠和 Shh- Cre/Dicer1 flox/flox 转基因小鼠, 均实现了在口腔上皮中条件性敲除 mirnas, 以便于研究 mirnas 在釉质发育过程中的作用正常野生型小鼠 (wild-type mice,wt mice) [33] 的切牙为弯刀样, 牙釉质呈黄棕色 Cao 等构建的 Pitx2-Cre/Dicer1 flox/flox 小鼠切牙出现釉质发育的障碍, 表现为切牙形态平直牙釉质菲薄呈白垩色胚胎期小鼠切牙牙胚的组织学检测发现,E14.5 时牙胚形态异常且上皮细胞失去正常细胞极性, 釉原蛋白和成釉蛋白的分泌显著减少, 细胞的成釉向分化进程受到干扰 K14-Cre/Dicer1 flox/flox [9] 小鼠未出现明显的胚胎期釉质发育的障碍, 然而在 P5 出现了异常的上皮结构的内陷, 到了 P25 至 P90, 切牙釉质表面出现纵沟和点状裂隙, 提示成釉上皮细胞的异常增殖活性小鼠磨牙则形成了异常的牙尖结构, 提示牙尖形态发育相关的釉结处 mirnas 可能的调控作用小鼠切牙和磨牙的釉质均呈现不规则的表面, 提示 mirnas 的缺失影响釉质形成的矿化成熟阶段 Shh 是牙发育过程中介导上皮细胞间及上皮间充质 [35] 细胞间相互作用的关键基因,Shh-Cre/Dicer1 flox/flox 小鼠的上颌出现多生牙, 而磨牙和下颌切牙的表型 [34] 无明显异常这提示在利用 Cre-loxP 系统构建转基因小鼠的技术中, 不同的组织特异性的基因介导的 Cre 小鼠会呈现不同的表型, 这与基因在组织中的调控作用有密切的关系, 因此选择合适的组织特异性的基因是构建 Cre-loxP 转基因小鼠的重要研究内容专一 mirnas 敲除的转基因小鼠模型尽管条件性敲除 Dicer1 的转基因小鼠证明了 mirnas 在釉质发育过程中发挥了重要的作用, 然而没有特异性的 [36] 揭示某个 / 簇 mirna 的作用 2007 年开始有学者致力于利用 Cre-loxP 系统构建单个 / 簇 mirna 敲除的转基因小鼠模型, 为 mirnas 特异性功能的研究提供了技术支持越来越多的 mirna 敲除的动物模型用于生物发育和疾病发生的研究, 然而釉质发育过程 [37] [26] 中特异性 mirna 敲除的研究十分有限 Cao 等构建了全身性敲除 mir-200c/141(mir-200c/141 -/- ) 的转基因小鼠, 发现小鼠切牙的釉质缺失牙本质菲薄, 且骨密度显著下降组织学检测发现切牙唇侧颈环失去了细胞间连接, 分泌期成釉细胞分泌的釉质基质减少, 釉质矿化程度降低以上结果证明了 mir-200c/141 对于牙上皮干细胞的分化和釉质的形成具有重要的调控作用体内注射 mirna 抑制剂的小鼠模型 Antagomirs 是一类在体外化学合成的 mirnas 抑制剂, 根据 mirnas 的序列, 经过胆固醇结合和末端修饰等技术, 实现了在动物体内抑制某 mirna 的表达首例动物体内静脉注射 mir-122 Antagomir 的动物模型中, Antagomir 成功地抑制了体内 mir-122 的表达, 降低了血浆中胆固醇的含量, 从而证明了此类技术的有 [38] 效性随着该类产品的成熟和技术的发展, 此类研究 [39] 也应用于釉质发育过程的研究 Sehic 等在新生小鼠下颌磨牙区微量注射 mir-214 Antagomir, 发现实验小鼠牙釉质呈现矿化不良的表型, 表现为釉柱晶体交错紊乱, 釉质表面抗酸蚀能力下降分子生物学检测釉质发育相关基因如 Enam Amelx Calb1 和 Prnp 等表达下降以上结果均证实了 mir-122 在釉质发育过程中的调控作用 4 mirnas 调控参与的信号网络众所周知, 牙发育的形态学分期包括蕾状期

4 华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月 331 帽状期钟状期 bite-it 数据库 ( fi) 总结了牙发育各时期的信号因子表达谱, 证明复杂的信号转导通路和信号反馈系统构成了精密的 [40] 信号网络, 以保证各项生物学事件的正常进程 mirnas 的作用原理是通过特异性地结合在靶基因的 3 UTR 区域, 从而在转录后水平调节靶基因的表达作为表观遗传学调控的重要内容,miRNAs 也参与到整个信号网络体系中, 通过调节关键信号分子的表达调节釉质发育的过程 4.1 成釉细胞分化过程的调控钟状期牙胚开始进入快速分化阶段, 其中成釉器分化形成牙釉质, 牙乳头分化形成牙本质和牙髓, 牙囊分化形成牙周组织在此环境中, 大量的信号蛋白自分泌或旁分泌作用于靶细胞, 调控细胞的分化和基质的分泌过程, 主要包括骨形态发生蛋白 (bone morphogenetic protein,bmp) 成纤维细胞生长因子 (fibroblast growth factor,fgf) Shh 和 Wnt 信 [41-42] 号通路 mirtooth 数据库收纳了三大 mirnas 靶基因预测数据库, 包括 TargetScan mirbase 和 mirnamap, 釉质发育过程中这些信号蛋白的表达受到多种 mirnas 的调控学者们进一步在釉质发育障碍的动物模型中证明了 mirnas 对下游信号因子的调控作用 Pitx2- Cre/Dicer1 flox/flox 小鼠经过基因组 DNA 芯片分析, 发现 mirnas 敲除后小鼠牙胚中 Noggin 和 Follistatin 信号表达显著升高, 而 AMELX 和 AMBN 基因表达下 [33] 降 mir-200c/14 1-/- 转基因小鼠的前分泌 / 分泌期成釉细胞中 Noggin 表达也显著上升, 而细胞连接蛋白 [26] E-cad 和牙釉质基质蛋白 AMELX 表达下降前成釉细胞中 Pitx2 信号激活 mirna-200a-3p, 并且负反馈调节 Pitx2 和 β-catenin 的表达, 而 Pitx2/miRNA- 200a-3p 信号可以通过调节 Wnt/β-catenin 信号通路使间充质细胞向牙上皮样细胞转化 4.2 颈环区上皮干 / 前体细胞增殖的调控颈环区上皮干 / 前体细胞的增殖和自我更新依赖于复杂的信号网络的调控间充质组织中表达的 Fgf 信号 ( 尤其是 Fgf3 和 Fgf10) 作为激动剂, 可以旁分 [43-44] 泌调节上皮中的 Notch 信号通路的表达体内下调 Fgf 抑制剂 Spry-2 和 Spry-3 能有效促进上皮干细胞 [45] [46] 的增殖活性另外, 研究证明 BMP 信号通路参与抑制颈环处干细胞的增殖, 而 BMP 抑制剂 Noggin 能促进切牙的持续性生长 mirtooth 数据库根据生物信息学分析预测 Fgf10 是 mir-31 的靶基因,Spry-2 是 mir-720 和 mir-652 的靶基因,Noggin 是 mir-200b mir-200c 和 mir-429 的靶基因, 提示 mirnas 在切牙干 / 前体细胞更新和增殖过程中的作用内源性的 activin 信号特异性地表达在唇侧间充质组织中, 其异常激活会导致颈环过度增殖形成多生牙胚, 并且通过抑制唇侧颈环区 Bmp4 和 Fgf3 的表达促进干细胞的增殖此表型与 K14-Cre/Dicer1 flox/flox 小鼠牙釉质纵沟的形成可能有相似的调控机制另外,Pitx2-Cre/Dicer1 flox/flox [33] 小鼠因体内 mirnas 的上皮条件性敲除, 亦呈现颈环区结构的膨大, 形成多生切牙这提示 mirnas 可能通过调节唇侧间充质中 activin 的表达调控干 / 前体细胞的增殖能力, 然而特异性调控的 mirna 和直接的调控证据仍需进一步的研究 4.3 牙尖形成过程的调控牙釉质的形成过程与牙冠的形态发生密切相关, 目前认为牙尖的形态和数量与牙胚釉结的发育有密切的关系帽状期的初级釉结和钟状期的次级釉结是内釉上皮局部增厚形成的, 许多与胚胎发育相关的关键基因在釉结中都有表达, 从而使釉结成为调节牙早期形态发生的重要结构如 Bmp2 Bmp4 通过刺激 homeobox 转录因子调节牙胚早期发育,Bmp6 [47] 调节上皮 - 间充质的相互作用 Shh 信号在釉结的表达可能与釉结细胞的凋亡有关, 并通过调控 Fgf4 的 [48] 表达调节细胞增殖和参与牙冠形态发生 mirnas 在釉结中的表达无直接的证据证明, 一些研究的间接证据提示 mirnas 在釉结信号网络中的作用研 [9] 究证明 mir-689 的靶基因 axin2 在 E18 之前高表达 K14-Cre/Dicer1 flox/flox 小鼠多生牙尖的表型与 Sostdc-1 -/- 小鼠 Spry2 -/- 小鼠和 K14-Eda 转基因小鼠的表型类 [32,49-50] 似由此, 更多的 mirnas 参与牙冠发育形成的研究仍需进一步的探索 5 总结和展望通过互补性结合靶基因 mrna 的 3 UTR,miRNAs 在转录后水平调节基因的表达, 参与调节釉质发育过程高通量数据筛选的技术构建了 mirnas 在釉质发育过程中的时空性表达谱 mirnas 条件性敲除的转基因小鼠及专一 mirnas 敲除的转基因小鼠为揭示 mirnas 的调节作用提供了更直接的证据, 然而特定的某个 / 簇 mirnas 的调控作用仍然研究较少, 可能与单个 / 簇 mirnas 干扰的技术局限有关另外化学制剂 Agomir Antagomir 在动物模型中的运用, 为 mirnas 的体内研究拓宽了思路, 有赖于更可靠的体外合成技术的进展, 例如增加试剂的靶向性稳定性可追踪性等 mirnas 参与釉质发育过程中复杂的信号网络调节体系, 与 Bmp Wnt Shh 等信号通路密切相关,

5 332 华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月参与细胞分化干细胞增殖及秞结发育等各个阶段虽然大量的数据支持 mirnas 在网络调控中的功能性作用, 然而 mirnas 靶向作用的机制仍有待于大数据库的筛选和更多直接的动物学证据证明 [ 参考文献 ] [1] Hu JC, Chun YH, Al Hazzazzi T, et al. Enamel formation and amelogenesis imperfect[j]. Cells Tissues Organs, 2007, 186(1): [2] Fabian MR, Sonenberg N, Filipowicz W. Regulation of mrna translation and stability by micrornas[j]. Annu Rev Biochem, 2010, 79: [3] Winter J, Jung S, Keller S, et al. Many roads to maturity: microrna biogenesis pathways and their regulation[j]. Nat Cell Biol, 2009, 11(3): [4] Bidlack FB, Huynh C, Marshman JA. Helium ion microscopy of enamel crystallites and extracellular tooth enamel matrix[j]. Front Physiol, 2014, 5(5):395. [5] Jheon AH, Li CY, Wen T, et al. Expression of MicroRNAs in the stem cell niche of the adult mouse incisor[j]. PLoS One, 2011, 6(9):1-7. [6] Sehic A, Risnes S, Khan Q, et al. Gene expression and dental enamel structure in developing mouse incisor[j]. Eur J Oral Sci, 2010, 118(2): [7] Goldberg M, Kellermann O, Dimitrova-Nakov S, et al. Comparative studies between mice molars and incisors are required to draw an overview of enamel structural complexity[j]. Front Physiol, 2014, 5(5):359. [8] Jarvinen E, Salazar-Ciudad I, Birchmeier WA, et al. Continuous tooth generation in mouse is induced by activated epithelial Wnt/beta-catenin signaling[j]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2006, 103(49): [9] Michon F, Tummers M, Kyyrönen M, et al. Tooth morphogenesis and ameloblast differentiation are regulated by micro- RNAs[J]. Dev Biol, 2010, 340(2): [10] Bartlett JD. Dental enamel development: proteinases and their enamel matrix substrates[j]. ISRN Dent, 2013, 2013: [11] Cevc G, Cevc P, Schara M, et al. The caries resistance of human teeth is determined by the spatial arrangement of hydroxyapatite microcrystals in the enamel[j]. Nature, 1980, 286(5771): [12] Smith CE. Cellular and chemical events during enamel maturation[j]. Crit Rev Oral Biol Med, 1998, 9(2): [13] Hu JC, Sun XL, Zhang CH, et al. Enamelysin and kallikrein-4 mrna expression in developing mouse molars[j]. Eur J Oral Sci, 2002, 110(4): [14] Seidel K, Ahn CP, Lyons D, et al. Hedgehog signaling regulates the generation of ameloblast progenitors in the continuously growing mouse incisor[j]. Development, 2010, 137 (22): [15] Alachioti XS, Dimopoulou E, Vlasakidou A, et al. Amelogenesis imperfecta and anterior open bite: etiological, classification, clinical and management interrelationships[j]. J Orthod Sci, 2014, 3(1):1-6. [16] Stephanopoulos G, Garefalaki ME, Lyroudia K. Genes and related proteins involved in amelogenesis imperfecta[j]. J Dent Res, 2005, 84(12): [17] Greenblatt MB, Kim JM, Oh H, et al. p38α MAPK is iequired for tooth morphogenesis and enamel secretion[j]. J Biol Chem, 2015, 290(1): [18] Kornak U. Animal models with pathological mineralization phenotypes[j]. Joint Bone Spine, 2011, 78(6): [19] Dp BP. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function[j]. Cell, 2004, 116(2): [20] Eulalio A, Huntzinger E, Izaurralde E. Getting to the root of mirna-mediated gene silencing[j]. Cell, 2008,132(1): [21] Sun F, Wan M, Xu X, et al. Crosstalk between mir-34a and notch signaling promotes differentiation in apical papilla stem cells (SCAPs)[J]. J Dent Res, 2014, 93(6): [22] Wan M, Gao B, Sun F, et al. microrna mir-34a regulates cytodifferentiation and targets multi-signaling pathways in human dental papilla cells[j]. PLoS One, 2012, 7(11):e [23] Zheng LW, Linthicum L, Denbesten PK, et al. The similarity between human embryonic stem cell-derived epithelial cells and ameloblast-lineage cells[j]. Int J Oral Sci, 2013, 5(1): 1-6. [24] Gao B, Zheng LW. microrna expression in rat apical periodontitis bone lesion[j]. Bone Res, 2013, 1(2): [25] Han J, Lee Y, Yeom KH, et al. Molecular basis for the recognition of primary micrornas by the Drosha-DGCR8 complex[j]. Cell, 2006, 125(5): [26] Cao HJ, Jheon A, Li X, et al. The Pitx2: mir-200c/141: noggin pathway regulates Bmp signaling and ameloblast differentiation[j]. Development, 2013, 140(16): [27] Yin KF, Hacia JG, Zhong Z, et al. Genome-wide analysis of mirna and mrna transcriptomes during amelogenesis [J]. BMC Genomics, 2014, 15(15):998. [28] Michon F. Tooth evolution and dental defects: from genetic regulation network to micro-rna fine-tuning[j]. Birth Defects

6 华西口腔医学杂志第 35 卷第 3 期 2017 年 6 月 333 Res A Clin Mol Teratol, 2011, 91(8): [29] Kim EJ, Lee MJ, Li L, et al. Failure of tooth formation mediated by mir-135a overexpression via BMP signaling[j]. J Dent Res, 2014, 93(6): [30] Liu W, Selever J, Lu MF, et al. Genetic dissection of Pitx2 in craniofacial development uncovers new functions in branchial arch morphogenesis, late aspects of tooth morphogenesis and cell migration[j]. Development, 2003, 130(25): [31] Hardcastle Z, Mo R, Hui CC, et al. The shh signalling pathway in tooth development: defects in Gli2 and Gli3 mutants [J]. Development, 1998, 125(15): [32] Tummers M, Thesleff I. Observations on continuously growing roots and K14-Eda transgenic mice[j]. Evol Dev, 2006, 10 (2): [33] Cao H, Wang J, Li X, et al. MicroRNAs play a critical role in tooth development[j]. J Dent Res, 2010, 89(8): [34] Oommen S, Otsuka-Tanaka Y, Imam N, et al. Distinct roles of MicroRNAs in epithelium and mesenchyme during tooth development[j]. Develop Dyn, 2012, 241(9): [35] Dassule HR, Lewis P, Bei M, et al. Sonic hedgehog regulates growth and morphogenesis of the tooth[j]. Development, 2000, 127(22): [36] Park CY, Jeker LT, Carver-Moore K, et al. A resource for the conditional ablation of micrornas in the mouse[j]. Cell Rep, 2012, 1(4): [37] Park CY, Choi YS, Mcmanus MT. Analysis of microrna knockouts in mice[j]. Hum Mol Genet, 2010, 19(2):R169- R175. [38] Krützfeldt J, Rajewsky N, Braich R, et al. Silencing of micrornas in vivo with antagomirs [J]. Nature, 2005, 438 (768): [39] Sehic A, Risnes S, Khuu C, et al. Effects of in vivo transfection with anti-mir-214 on gene expression in murine molar tooth germ[j]. Physiol Genomics, 2011, 43(9): [40] Plikus MV, Zeichner-David M, Mayer JA, et al. Morphoregulation of teeth: modulating the number, size, shape and differentiation by tuning Bmp activity[j]. Evol Dev, 2005, 7(5): [41] Mustonen T, Tummers M, Mikami T, et al. Lunatic fringe, FGF, and BMP regulate the notch pathway during epithelial morphogenesis of teeth[j]. Dev Biol, 2002, 248(2): [42] Shusterman K, Gibson CW, Li Y, et al. Wnt-RhoA signaling pathways in fluoride-treated ameloblast-lineage cells[j]. Cells Tissues Organs, 2014, 199(2/3): [43] Harada H, Toyono T, Toyoshima K, et al. FGF10 maintains stem cell population during mouse incisor development[j]. Connect Tissue Res, 2002, 43(2/3): [44] Kettunen P, Laurikkala J, Itaranta P, et al. Associations of FGF-3 and FGF-10 with signaling networks regulating tooth morphogenesis[j]. Develop Dyn, 2000, 219(3): [45] Lacruz RS, Smith CE, Moffatt P, et al. Requirements for ion and solute transport, and ph regulation during enamel maturation[j]. J Cell Physiol, 2012, 227(4): [46] Andl T, Ahn K, Kairo A, et al. Epithelial Bmpr1a regulates differentiation and proliferation in postnatal hair follicles and is essential for tooth development[j]. Development, 2004, 131(10): [47] Matalova E, Antonarakis GS, Sharpe PT, et al. Cell lineage of primary and secondary enamel knots[j]. Develop Dyn, 2005, 233(3): [48] Gritli-Linde A, Bei M, Maas R, et al. Shh signaling within the dental epithelium is necessary for cell proliferation, growth and polarization[j]. Development, 2002, 129(23): [49] Kangas AT, Evans AR, Thesleff I, et al. Nonindependence of mammalian dental characters[j]. Nature, 2004, 432(7014): [50] Klein OD, Minowada G, Peterkova R, et al. Sprouty genes control diastema tooth development via bidirectional antagonism of epithelial-mesenchymal FGF signaling[j]. Dev Cell, 2006, 11(2): ( 本文编辑李彩 )

牙的发育

第二章牙的发育 Chapter 2 Development of Teeth Designed and produced by Dr. Wang Li 1 概述牙及其支持组织是从上下颌突和额鼻突的外胚层及外胚间叶细胞发育而来牙齿发育是一长期复杂的生物学过程牙齿发育是一个连续的过程, 包括牙胚的发生牙体组织形成和牙齿的萌出 Designed and produced by Dr. Wang