广西地方标准《牛病毒性腹泻病毒的检测 反转录聚合酶链反应法(RT-PCR)》

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1 中国实验动物学会团体标准 实验动物大鼠泰勒病毒检测方法 编制说明 联系人 : 张钰 联系电话 : 编制单位 : 广东省实验动物监测所 时 间 :2017 年 3 月 31 日

2 一 任务来源根据中国实验动物学会实验动物标准化专业委员会的下达的 2017 年团体标 准制 ( 修 ) 订计划, 由广东省实验动物监测所负责团体标准 实验动物大鼠泰 勒病毒检测方法 起草工作 该项目由全国实验动物标准化技术委员会 (SAC/TC281) 技术审查, 由中国实验动物学会归口管理 本标准的编制工作是按照 中华人民共和国国家标准 GB/T 标准化 工作导则 第 1 部分 标准的结构和编写规则 的要求进行编写的 本标准是在国 家科技支撑计划 实验动物质量检测关键技术研究 ( 项目编号 2013BAK11B01) 课题基础上制定而成的, 在制定过程中参考了国内外相关文献, 对方法的敏感性 特异性 重复性等进行了研究, 并对所建立的标准方法进行了应用研究 二 编制过程 本标准由中国实验动物学会实验动物标准化专业委员会提出, 广东省实验动 物监测所按照团体标准研制要求和编写工作的程序, 组成了由本单位专家和专业 技术人员参加的编写小组, 制定了编写方案, 并就编写工作进行了任务分工 编 制小组根据任务分工进行了资料收集和调查研究工作, 在国家科技支撑计划 实 验动物质量检测关键技术研究 ( 项目编号 2013BAK11B01) 课题研究基础上, 组织编写实验动物大鼠泰勒病毒检测方法技术资料 通过起草组成员的努力, 多 次修改 补充和完善形成了标准和编制说明初稿 2017 年 3 月, 标准草案首先征求中国实验动物学会实验动物标准化专业委 员会的意见, 专家对标准稿提出了系列修订建议和意见 根据提出的意见编制组 对 实验动物大鼠泰勒病毒检测方法 标准草案进行修改, 形成本标准征求意 见稿和编制说明 三 标准编制背景和意义 大鼠泰勒病毒 ( Rat theilovirus, RTV), 也称为大鼠疑似泰勒病毒 (Theiler s-like virus of rats) 或大鼠脑脊髓炎病毒 (Rat encephalomyelitis virus), 是近些年新发现一种感染大鼠的心病毒属病毒 RTV 的理化特征与 TMEV 相似, 而且 RTV 与 TMEV 之间有抗原交叉反应 最近研究报道表明 RTV 是目前大鼠 流行的病毒之一, 感染率为 0.6%~54.4% 国外实验动物机构和国内一些 CRO 公 司都把 RTV 列为日常健康监测中的一个常规检测项目 目前 RTV 的检测方法主 要是 ELISA 方法, 但是一些检测机构采用 TMEV 作为包被抗原进行大鼠 RTV

3 检测, 因此不能鉴别是 TMEV 感染还是 RTV 感染 PCR 检测也是 RTV 诊断的一种有效方法 本研究参照文献报道建立了大鼠泰勒病毒 ELISA IFA 和 PCR 检测方法 为了使这一先进的病原检测技术能更好地为生产服务, 特制定本检测方法标准 这一标准的制定, 对实验动物大鼠泰勒病毒的日常监测 流行病学调查及临床诊断都具有重要的实用意义 四 标准编制原则本标准的编制主要遵循以下原则 : 一是科学性原则 在尊重科学 亲身实践 调查研究的基础上, 制定本标准 二是可操作性原则 本标准无论是从样品采集, 处理, 分离培养鉴定, 均操作简单, 具有可操作性和实用性 三是协调性原则 以切实提高我国实验动物病原微生物检测技术水平为核心, 符合我国现行有关法律 法规和相关的标准要求 五 标准主要技术内容说明, 确定标准主要内容 ( 如技术指标 参数 公式 性能要求 试验方法 检验规则等 ) 的论据 ( 包括试验 统计数据 ) 本标准由范围 ; 规范性引用文件 ; 缩略语 ; 生物安全措施 ; 酶联免疫吸附试验 (ELISA); 免疫荧光试验 (IFA); 普通 RT-PCR; 实时荧光 RT-PCR; 序列测定和附录共 10 章构成 现将 实验动物大鼠泰勒病毒检测方法 征求意见稿主要技术内容确定说明如下 : 1 本标准范围的确定本标准规定适用于实验动物大鼠泰勒病毒的检测 2 规范性引用文件下列文件对于本文件的应用是必不可少的 凡是注明日期的引用文件, 仅注日期的版本适用于本文件 凡是不注日期的引用文件, 其最新版本 ( 包括所有的修改单 ) 适用于本文件 GB 实验室生物安全通用要求 3 缩略语为方便标准的使用, 本标准规定了以下缩略语 CPE 细胞病变效应 (cytopathic effect) Ct 值荧光信号达到设定的阈值时所经历的循环数 (cycle threshold) ELISA 酶联免疫吸附试验 (enzyme-linked immunosorbent assay) IFA 免疫荧光试验 (indirect immunofluorescence assay)

4 PBS 磷酸盐缓冲液 (phosphate buffered saline) PCR 聚合酶链式反应 (polymerase chain reaction) RNA 核糖核酸 (ribonucleic acid) RT-PCR 逆转录 - 聚合酶链式反应 (reverse transcription polymerase chain reaction) RTV 大鼠泰勒病毒 (rat theilovirus) 实时荧光 RT-PCR 实时荧光逆转录 - 聚合酶链式反应 (real-time RT-PCR) 4 生物安全措施 规定了实验操作及处理按照 GB 的规定执行, 由具备相关资质的工作人员进行相应操作 5 酶联免疫吸附试验 (ELISA) 规定了 ELISA 检测方法的原理 试剂和材料 仪器和设备 操作步骤 结 果判定 本章内容主要依据国家标准 GB/T 实验动物酶联免疫 吸附试验 编写 6 免疫荧光试验 (IFA) 规定了 IFA 检测方法的原理 试剂和材料 仪器和设备 操作步骤 结果判 定 本章内容主要依据国家标准 GB/T 实验动物免疫荧光试验 编写 7 普通 RT-PCR 规定了普通 RT-PCR 检测方法的原理 试剂和材料 仪器和设备 操作步骤 结果判定 8 实时荧光 RT-PCR 规定了实时荧光 RT-PCR 检测方法的原理 试剂和材料 仪器和设备 操作 步骤 结果判定 9 序列测定 必要时, 可取待检样本扩增出的阳性 PCR 产物进行核酸序列测定, 序列结 果与已公开发表的大鼠泰勒病毒特异性片段序列进行比对, 序列同源性在 90% 以 上, 可确诊待检样本大鼠泰勒病毒核酸阳性, 否则判定大鼠泰勒病毒核酸阴性 9 附录 A 本标准附录为规范性附录, 给出了 PBS 配制方法 六 主要试验 ( 或验证 ) 的分析 ( 一 ) 实时荧光 RT-PCR

5 1 材料与方法 1.1 病毒 菌株 载体和临床样本大鼠泰勒病毒 RTV-PSD32 毒株由本实验室分离保存, 小鼠脑脊髓炎病毒 (TMEV,ATCC VR-995) 小鼠肝炎病毒(MHV,ATCC VR-246) 大鼠冠状病毒 / 涎泪腺炎病毒 (RCV,ATCC VR-1410) 仙台病毒(SV,ATCC VR-105) 小鼠肺炎病毒 (PVM,ATCC VR-25) 呼肠孤病毒 Ⅲ 型 (Reo-3,ATCC VR-232) 大鼠细小病毒 KRV 株 (KRV, ATCC VR-235) 大鼠细小病毒 H-1 株 (H-1,ATCC VR-356) 小鼠细小病毒 MVM 株 (MVM,ATCC VR-1346) 鼠痘病毒(Ect, ATCC VR-1374) 多瘤病毒(Poly,ATCC VR-252) 小鼠腺病毒(Mad,ATCC VR-550) 小鼠巨细胞病毒(MCMV,ATCC VR-1399) 购自美国典型微生物菌种保藏中心, 小鼠出血热病毒 (HV) 抗原为浙江天元生物药业股份有限公司生产的双价肾综合征出血热 ( 汉滩型和汉城型 ) 灭活疫苗, 淋巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒 ( LCMV ) 核酸由中国食品药品检定研究院惠赠 MNV Guangzhou/K162/09/CHN 毒株由本实验室分离保存,BHK 细胞 (ATCC CCL-10) 购自美国典型微生物菌种保藏中心 大肠杆菌 E.coli DH5α 购自宝生物工程 ( 大连 ) 有限公司 (Takara 公司 ) 含 T7 启动子的克隆载体 pgem-t Easy 购自 Promega 公司, 临床样本包括 : 来源于 2010 年至 2014 年本实验室收到广东 湖北 北京 四川 云南和上海等各省市送检的 SPF 级活体大鼠或大鼠粪便 50 份,2014 年本实验室收到广东省送检的 SD 大鼠, 背景调查表明该 SD 大鼠曾饲养于普通环境, 共 52 只 捕获于广州市某实验动物养殖场附近的野鼠 59 份, 野鼠为褐家鼠, 无菌采集活体大鼠的盲肠内容物,-40 保存, 临床样本共计 159 份 1.2 引物及探针的设计合成根据 GenBank 中收录的 RTV-1( 登录号为 EU542581) 全基因组序列, 选取前导肽 (leader peptide) 基因序列作为检测靶区, 利用 Primer Express3.0 软件 (Applied Biosystems 公司 ) 设计一套荧光定量 PCR 引物和 Taqman 探针, 并使用 Genebank 的 Blast 软件与 NCBI 数据库的其他 RTV 毒株序列进行比较, 保证引物和探针序列的通用性, 引物和探针序列见表 1 表 1 引物和探针序列

6 引物名称 序列 (5-3 ) RTV-F CCARRCGTGTGTCCTATTTGC RTV -R TCCATAGTAAGAAGATCCGCTGG RTV -P JOE-CAGCCATTGACAAAAGTTCCGACGGAAT-BHQ1 1.3 病毒核酸提取 产物大小 (bp) 104 病毒样品 RNA 的抽提按 Trizol(Invitrogen 公司, 美国 ) 操作说明书进行, 盲肠内容物和粪便样品按照下面的方法预处理, 在装有样本的离心管中加入适量灭菌的 PBS, 漩涡混匀, 将悬液 转离心 10min, 取上清液通过 0.22μm 滤膜 (Pall 公司, 美国 ) 过滤, 取滤液进行 RNA 抽提 每份样品均加入内标同步参与样品核酸的提取 1.4 RTV-RNA 阳性质控品的制备提取大鼠泰勒病毒 RNA, 分别以 RTV-F 和 RTV-R 为引物, 用 PrimeScript One Step RT-PCR Kit Ver.2 试剂盒 (Takara 公司 ) 进行 RT-PCR: 反应体系为 :Enzyme Mix 2μl,2 RT-PCR Buffer 25μl, 上游引物 RTV-F (10μM ) 2.5μl, 下游引物 RTV-R (10μM) 2.5μl,RNA 5 μl, 加 RNase Free dh2o 至 50μl 反应条件 :50 30 min,94 2 min, 一个循环 94 30sec 55 30sec 72 30sec, 共 35 个循环, 最后 72 延伸 7 min PCR 产物经 2% 琼脂糖凝胶电泳, 回收目的片段后克隆至 pgem-t Easy 载体, 阳性克隆菌 (pgem-rtv) 送英潍捷基 ( 上海 ) 贸易有限公司进行测序,pGEM- RTV 菌中含有的 PCR 产物大小为 104bp 将 pgem- RTV 质粒,37 Sa1 I 单酶切 4h, 使质粒线性化, 琼脂糖凝胶电泳及试剂盒回收纯化质粒 DNA 线性化产物, 用于体外转录, 按 T7 体外转录试剂盒 Ribomax TM Large Scale RNA Production Systems(Promega 公司 ) 说明加入反应试剂 37 作用 2h, 然后加 DNase I 酶 1μL,37 消化转录产物中未转录的 DNA 15min,70 灭活 DNase I 酶 15min, 用 QIAamp Viral RNA Mini Kit 试剂盒 (Qiagen 公司 ) 进行 RNA 提取 得到体外转录的 RTV -RNA, 用微量紫外分光光度计测定 RNA 浓度, 根据重组质粒 pgem- RTV 的大小计算质粒体外转录的 RNA 拷贝数 按照下面的公式计算 RNA 拷贝数 拷贝数 (copies/μl) =6.022

7 10 23 (copies/mol) RNA 浓度 (g/μl)/ 质量 MW(g/mol) 其中,MW= RNA 碱基数 340 daltons/ 碱基,RNA 碱基数 = 载体序列碱基数 + 插入序列碱基数 结果 RTV -RNA 浓度为 copies /μl 调整 RTV -RNA 的浓度到 copies/ml -80 保存备用, 1.5 RTV 荧光定量 RT-PCR 检测方法的建立和条件优化参照 One Step PrimeScript RT-PCR Kit (Perfect Real Time) 试剂盒操作说明配制 RTV 荧光定量 RT-PCR 反应体系, 以 RTV RNA 标准品 ( copies/µl) 作为反应模板, 对多重荧光 RT-PCR 反应体系中引物 ( µM) 和 TaqMan 探针浓度 ( µM) 进行优化, 以反应的前 3-15 个循环的荧光信号为荧光本底信号, 通过比较 Ct 值和荧光强度增加值 ( 绝对荧光强度与背景荧光强度的差值, ΔRn) 来判断优化结果 ; 采用二温循环法对反应的退火温度和循环次数进行优化 1.6 特异性试验采用建立的 qrt-pcr 方法对 RTV TMEV RCV KRV H-1 MNV MHV SV PVM Reo-3 HV LCMV MVM Ect Poly Mad 和 MCMV 的 RNA 和 cdna 进行检测, 验证该方法的特异性 1.7 定量标准曲线的建立及敏感性试验将 RTV-RNA 标准品用 Easy dilution(takara 公司 ) 做 10 倍系列稀释, 得到 ~ copies/μl 系列标准模板 利用 1.5 中优化后的反应体系和条件测定各稀释度的 Ct 值, 以 Ct 值为纵坐标, 以起始模板浓度的对数为横坐标, 绘制标准曲线 1.8 重复性试验对 5 份 10 倍系列稀释的 RTV-RNA 标准品 ( ~ copies/μl) 在同一次反应中进行 5 次重复测定, 对各稀释度的 Ct 值进行统计, 计算每个样品各反应管之间的批内变异系数 (CV%); 对上述样品分别进行 5 次测定, 计算同一样品每次测定结果之间的批间变异系数 (CV%) 1.9 临床样本的检测利用建立的 RTV 荧光定量 RT-PCR 方法对收集到的 159 份临床样本进行检测, 每次反应同时设置阳性对照和阴性对照 采用测序方法对部分阳性样本进行测序, 对检测方法作进一步验证

8 2 结果 2.1 RTV-RNA 阳性质控品的制备用 RT-PCR 扩增 RTV 得到大小约 104bp 的特异片段, 与预期目的片段大小相符 ( 图 1) 与 pgem-t Easy 载体连接构建重组阳性质粒, 对重组质粒进行 PCR 鉴定, 条带大小与预期结果相符 重组质粒的测序结果与目的基因序列同源性为 100%, 表明质粒构建成功成功 采用 T7 体外转录试剂盒 Ribomax TM Large Scale RNA Production Systems(Promega 公司 ) 对质粒进行体外转录, 得到体外转录的 RTV RNA M: DNA Marker DL2000;1~7 泳道 : MNV;8 泳道 : 无模板对照 图 1 RTV RT-PCR 电泳图 2.2 荧光定量 PCR 反应体系的建立和优化 : 经优化后的双重 RT-PCR 反应体系 :2 One Step RT-PCR Buffer III 10μL Ex Taq HS (5 U/μL) 0.4μL PrimeScript RT Enzyme Mix II 0.4μL RTV 上下游引物终浓度为 0.4μM( 表 2, 图 2), 探针终浓度 0.2μM( 表 3, 图 3), RTV RNA 模板 2-4μL, 加 RNase Free dh2o 至 20μL 反应条件:42 15 min,95 10sec, 一个循环 ;95 5sec,60 34sec,45 个循环,60 延伸结束后收集荧光 表 2 引物优化 Ct 值结果 引物浓度 100nM 200nM 400nM 600nM 800nM Ct 值 23.67± ± ± ± ±0.33

9 100nM,200nM 400nM 600nM,800nM 图 2 RTV 引物优化扩增曲线图 表 3: 探针优化 Ct 值结果 浓度 50nM 100nM 200nM 300nM 400nM Ct 值 25.65± ± ± ± ± nM,300nM 400nM 50nM 100nM 图 3 RTV 探针优化扩增曲线图 2.3 特异性试验采用建立的荧光定量 PCR 方法对 RTV TMEV RCV KRV H-1 MNV MHV SV PVM Reo-3 HV LCMV MVM Ect Poly Mad 和 MCMV 的 RNA 和 cdna 进行检测, 结果除 RTV 为阳性外, 其他病毒均为阴性, 表明建立的方法具有良好的特异性 ( 图 4)

10 图 4 RTV 荧光定量 RT-PCR 特异性检测结果 2.4 定量标准曲线的建立及敏感性试验将阳性质控品用 Easy dilution(takara 公司 ) 做 10 倍系列稀释, 得到 ~ copies/μl 系列标准模板 利用优化后的反应体系和条件测定各稀释度的 Ct 值, 以 Ct 值为纵坐标, 以起始模板浓度的对数为横坐标, 绘制标准曲线 结果见图 5, 可见各梯度之间间隔的 Ct 值基本相等, 无模板对照 (No template control,ntc) 没有荧光扩增曲线为阴性结果, 该方法的最低检测限为 100 copies/μl 以标准品稀释拷贝数的对数值为横坐标, 以临界环数 ( threshold cycle, Ct) 为纵坐标建立荧光实时定量 PCR 的标准曲线, 标准质粒在 copies/μl~ copies/μl 之间具有良好的线性关系, 结果见图 6 其线性回归方程为 Ct= lg( 拷贝数 )+40.10, 标准曲线斜率为 -3.38, 根据公式计算得扩增效率 E = 10 1/ =0.977, 即扩增效率为 97.7%, 相关系数 R 2 =0.9992, 说明 PCR 扩增该标准品的效率较高, 线性关系良好

11 : copies/μl 至 copies/μlrna 标准品,8: copies/μl copies/μlrna 标准品和无模板对照 图 5 10 倍系列稀释质粒标准品的荧光定量扩增曲线 y=-3.38x R 2 = 图 6 10 倍系列稀释质粒标准品的标准曲线 2.5 重复性试验结果通过对 copies/μl~ copies/μl 5 个稀释度 RNA 样本进行重复性检测, 批内及批间重复性试验的变异系数均小于 4% ( 表 4), 表明建立荧光定量 RT-PCR 方法重复性好, 方法稳定可靠 表 3 RTV 荧光定量 PCR 批内和批间重复性试验检测结果 样本 (copies/μl) Ct 值 Ct 平均值 标准差 变异系数

12 SD CV (%) 批内 批间 荧光定量 PCR 在临床样本检测中的应用 应用建立的 RTV 荧光定量 RT-PCR 方法对 159 份样本进行检测, 结果 50 份 SPF 级活体大鼠或大鼠粪便中检出 3 份 RTV 阳性, 阳性率为 6.0%;50 份饲养于普通环 境的 SD 大鼠检出 40 份 RTV 阳性, 阳性率为 80.0%;59 份野鼠中检出 20 份 RTV 阳性, 阳性率为 33.9% 159 份样本合计检出 63 份 RTV 阳性, 阳性率为 39.6% 2.7 阳性样本测序验证 对 7 份 RTV 阳性样品的部分非编码蛋白序列 (UTR) 的进行测序验证, 获 得了 920bp 的序列, 并与 Genebank 上已有的 3 条基因序列进行比较分析, 结果 显示 7 个样本扩增的基因序列与 Genebank 上的 RTV 毒株的同源性在 %, 与 TMEV GDVII 毒株同源性在 77.4~78.2%( 图 7) 进化树分析表明 7 个阳性 样本与其他 3 株 RTV 同在一个聚类 ( 图 8) 证明样本为 RTV 阳性样本, 也验 证了建立的检测方法正确有效

13 图 7 阳性样本序列比较结果 图 8 RTV 进化树分析 ( 二 ) 普通 RT-PCR 1 病毒 菌株 载体和临床样本同实时荧光 RT-PCR 2 RTV 普通 RT-PCR 检测方法采用 PrimeScript One Step RT-PCR Kit Ver.2 试剂盒进行 RT-PCR, 反应体系为 :Enzyme Mix 2μl,2 Buffer 25μl, 上游引物 TMEV-F (10μM ) 2.5μl, 下游引物 TMEV-R (10μM) 2.5μl,RNA 5 μl, 加 RNase Free dh2o 至 50μl 反应条件:50 30 min,94 2 min, 一个循环 94 30sec 55 30sec 72 1 min, 共 35 个循环, 最后 72 延伸 10 min 反应完成后取 5μL 扩增产物,1.5% 琼脂糖凝胶电泳, 紫外灯下观察结果 结果 RTV 在 363bp 位置有目的条带, 与预期结果相符 ( 图 1) 图 1 RTV 普通 RT-PCR 分型结果 M. DNA Marker DL2000; 1, 阴性对照 ; 2-5. RTV

14 3 普通 RT-PCR 特异性试验采用建立的 HV RT-PCR 方法对 RTV LCMV MHV RCV TMEV MNV SV HV PVM Reo-3 KRV 和 H-1 的 RNA 和 DNA 进行检测, 验证该方法的特异性 结果除 RTV 为阳性外, 其他病毒均为阴性, 表明建立的方法具有良好的特异性 ( 图 2) 图 2 RT-PCR 检测方法特异性试验结果图 M. DNA Marker DL2000; 1~10:LCMV MHV TMEV MNV SV PVM 和 Reo-,11~12:RTV 4 普通 RT-PCR 敏感性试验构建 RTV 的重组质粒, 将质粒标准品用 Easy dilution(takara 公司 ) 做 10 倍系列稀释, 得到 ~ copies/μl 系列标准模板 按所建立的方法进行检测, 测定模板最低检出量, 结果 RTV 敏感性为 copies/μl( 图 3)

15 图 3 RTV 检测方法敏感性试验结果 M. DNA Marker DL2000; 1~ copies/μl~ copies/μl 质粒 DNA;9: NTC 七 采用国际标准和国外先进标准的程度, 以及与国际 国外同类标准水平的对比情况, 或与测试的国外样品 样机的有关数据对比情况没有相应的国外标准 八 与有关的现行法律 法规和强制性标准的关系本标准的编制依据为现行的法律 法规和国家标准, 与这些文件中的规定相一致 目前实验动物国家标准没有大鼠泰勒病毒检测方法标准, 本标准作为团体标准是对现有标准的有利补充 九 重大分歧意见的处理经过和依据本标准采用的技术方法比较成熟, 起草过程中无重大分歧意见 十 标准作为强制性标准或推荐性标准的建议本标准批准后作为推荐性标准使用 十一 贯彻标准的要求和措施建议 ( 包括组织措施 技术措施 过渡办法等内容 )

16 本标准发布后, 将广泛组织宣传贯彻 十二 废止现行有关标准的建议 无 十三 其他应予说明的事项 无其他需说明的事项 十四 参考文献 [1] Drake, M.T., Besch-Williford, C., Myles, M.H., Davis, J.W. and Livingston, R.S., In vivo tropisms and kinetics of rat theilovirus infection in immunocompetent and immunodeficient rats. Virus research 160, [2] Drake, M.T., Riley, L.K. and Livingston, R.S., Differential susceptibility of SD and CD rats to a novel rat theilovirus. Comparative medicine 58, [3] Dyson, M.C., Management of an outbreak of rat theilovirus. Lab animal 39, [4] Easterbrook, J.D., Kaplan, J.B., Glass, G.E., Watson, J. and Klein, S.L., A survey of rodent-borne pathogens carried by wild-caught Norway rats: a potential threat to laboratory rodent colonies. Laboratory animals 42, 92-8.

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