_优先出版[1]

Size: px

Start display at page:

Download "_优先出版[1]"

懿使汤
5 years ago
Views:

发布日期 :2018-03-27 http://www.pibb.ac.cn/cn/ch/common/create_pdf.aspx?

1 发布日期 : Progress in Biochemistry and Biophysics mir-33s 在 NF-κB 抑制 ABCA1 表达及胆固醇流出中的作用 * 陈筠 1)** 2)** 江婷李孟奇 1) 赵国军 1)*** (1) 桂林医学院组胚教研室, 广西桂林 ;2) 桂林医学院教务处, 广西桂林 ) 摘要为探讨 mir-33s 在核因子 κb(nf-κb) 抑制三磷酸腺苷结合盒转运体 A1(ABCA1) 表达及胆固醇流出中的作用,THP-1 巨噬细胞源性泡沫细胞经不同浓度 LPS 处理, 活化 NF-κB, 或以 PDTC(NF-κB 抑制剂 ) 预处理细胞后再加入 LPS,RT-PCR 检测细胞 mir-33s 及其宿主基因 SREBPs 的表达,Western blot 检测 SREBPs 的蛋白表达, 染色体免疫共沉淀检测 NF-κB p65 与 SREBPs 启动子区结合情况 ;LPS 处理基础上, 转染 mir-33s inhibitor 或 mir-33s mimic,rt-pcr 检测 ABCA1 mrna 表达水平,Western blot 检测 ABCA1 蛋白水平, 液体闪烁计数仪检测细胞内的胆固醇流出. 结果显示,NF-κB 活化促进 mir-33s 及 SREBPs 的表达, 使用 PDTC 抑制 NF-κB, 细胞内 mir-33s 和 SREBPs 的表达下降 ;NF-κB p65 可与 SREBPs 启动子区直接结合 ; 转染 mir-33s inhibitor 后,NF-κB 活化对 ABCA1 的抑制作用减弱, 胆固醇流出增强, 相反, 转染 mir-33s mimic,nf-κb 活化对 ABCA1 的抑制作用增强, 胆固醇流出减弱. 结果提示,NF-κB 活化可促进 mir-33s 表达, 抑制 ABCA1 及胆固醇流出. 关键词 mir-33s, 核因子 κb, 三磷酸腺苷结合盒转运体 A1, 胆固醇流出学科分类号 R363,R5 * 国家自然科学基金资助项目 ( ) 和广西高校中青年教师基础能力提升项目 (KY2016LX597). ** 共同第一作者. *** 通讯联系人. Tel: , zzhcsu@163.com 收稿日期 : , 接受日期 :

2 - 2 - Prog. Biochem. Biophys. 动脉粥样硬化 (atherosclerosis,as) 能导致多种致死性心脑血管疾病, 严重危害人类健康. 巨噬细胞来源的泡沫细胞是 As 斑块脂质条纹期的标志, 抑制巨噬细胞脂质蓄积 ( 泡沫化 ) 是防治此类疾病的重要途径. 巨噬细胞胆固醇代谢稳态的失衡贯穿于泡沫细胞形成的整个过程, 胆固醇流出是调节巨噬细胞胆固醇动态平衡的关键环节 [1]. 胆固醇流出主要由三磷酸腺苷结合盒转运体 A1(ATP-binding cassette transporter A1, ABCA1) 等膜蛋白介导, 且 ABCA1 介导的胆固醇流出量占总流出量的 70% 以上 [2]. NF-κB 信号途径在巨噬细胞炎症反应中起重要作用. NF-κB 可被细胞外多种刺激因素如脂多糖 (lipopolysaccharide,lps) 等激活, 活化的 NF-κB 进入核内, 通过与靶基因上 NF-κB 反应元件 (κbres) 结合, 调控下游靶基因的转录 [3]. As 斑块处可见到活化的 NF-κB, 且主要定位于巨噬细胞和泡沫细胞中, 许多学者认为 NF-κB 激活可能是心血管炎性疾病的共同发病环节, 抑制其活化是一个有效的治疗 As 策略 [4]. 然而,NF-κB 调节炎症与脂质代谢的机制尚未完全阐明. mir-33s 位于固醇调节元件结合蛋白 (Sterol regulatory element-binding proteins,srebps) 基因的内含子中, 在哺乳动物体内高度保守. mir-33s 参与体内胆固醇平衡的调节, 并通过与其宿主基因 SREBPs 一起调节胆固醇 / 脂质平衡 [5]. mir-33s 的主要靶基因是 ABCA1. 生物信息学分析发现在 SREBPs 的启动子区域存在 κbre( 表 1), 提示 NF-κB 可能通过直接结合 SREBPs 的启动子. 因此本研究观察 NF-κB 活化对 mir-33s 及其宿主基因 SREBPs 的作用及机制, 并探讨 mir-33s 在 NF-κB 活化调控 ABCA1 及胆固醇流出中的作用. Table 1 Bioinformatics analysis of NF-κB binding sites in the promoter region of SREBPs Animal Gene position sequence factor name Homo sapiens SREBP2-15 ~ -6 GGGGAATCCC NF-κB Mus musculus SREBP ~ GGGTATTCCC NF-κB Mus musculus SREBP2-47 ~ -38 GGGGAATTCT NF-κB Rattus norvegicus SREBP ~ GGGAGCCCCT NF-κB Homo sapiens SREBP1-90 ~ -81 GGGGTCCCCC NF-κB Mus musculus SREBP1-45 ~ -36 GGGAAACCCC NF-κB Gallus gallus SREBP1-646 ~ -637 GGGGAACCCC NF-κB Rattus norvegicus SREBP ~ GGGGAGTCCT NF-κB The databases of transcriptional factors came from TRANSFAC 7 public. The binding sites of transcription factors were predicted by P-Match 1 program. 1 材料与方法 1.1 材料人单核细胞株 (THP-1) 购于中国科学院上海细胞生物所细胞中心 ;LPS 购自美国 Sigma 公司 ;[ 3 H] 胆固醇购自 Perkin Elmer 公司 ;mir-33s mimic 和 inhibitor 购自 Dharmacon 公司 ; 染色体免疫共沉淀试剂盒购自 Hyclone-Pierce 公司 ;TRIzol 试剂盒购自美国 Gibco 公司 ;Reverse Transcription System 购自 Promega 公 - 2 -

3 Prog. Biochem. Biophys 司 ;TaqMan microrna assay 试剂盒 (has-mir-33a/b) 购自美国 Applied Biosystems; 核蛋白提取试剂盒购自 Pierce 公司 ;ABCA1 SREBP-1 SREBP-2 和 NF-κB 兔抗人一抗购自 Santa Cruze 公司 ; 辣根过氧化物酶标记羊抗兔二抗购自武汉博士德公司. 1.2 方法 THP-1 单核细胞培养及分组 THP-1 用含 10% 胎牛血清的 RPMI-1640 培养液, 在 37 5% CO 2 培养箱中静置培养. 在每次实验前用 160 nmol/l 佛波酯 (PMA) 孵育细胞 12 h, 使其诱导分化成巨噬细胞, 再用含 50 μg/ml 的氧化型低密度脂蛋白 (oxldl) 无血清培养基培养 48 h, 使其吞噬脂质形成巨噬细胞源性泡沫细胞. 检测抑制 NF-κB 对 mir-33s 和 SREBPs 影响时, 细胞分为三组 : 对照组 LPS 组和 LPS+PDTC 组,LPS 组加 10ng/ml LPS 处理细胞 24 h,lps+pdtc 组同时加 LPS 和 50 μm PDTC 处理细胞 24 h. 检测抑制或过表达 mir-33s 对 ABCA1 表达和胆固醇流出影响时, 细胞分五组 : 对照组 LPS+ 对照组 LPS+miR-33a 抑制剂或模拟物组 LPS+miR-33b 抑制剂或模拟物组 LPS+(miR-33a+b) 抑制剂或模拟物组. 使用 Oligofectamine 转染试剂转染 60 nm mir-33a/b 抑制剂 (inhibitor mir-33a/b) 或 40 nm mir-33a/b 模拟物 (mimic mir-33a/b), 对照组使用 mir-33s 抑制剂或模拟物的乱序对照 (Con Inh 或 Con Mim).(LPS+) 各组中,miR-33s 抑制剂或模拟物及其对照在转染 24 h 后, 更换含 10 ng/ml LPS 的培养基再处理 24 h 实时荧光定量 PCR 按试剂盒说明操作. 人 SREBP-2 引物序列 : 上游 5 - GGA GAA CAT GGT GCTGA -3, 下游 5 - TAA AGG AGA GGC ACA GGA -3 ; 人 SREBP-1 引物序列 : 上游 5 - CAG CCC CAC TTC ATC AAG G-3, 下游 5 - ACT GTT GCC AAG ATG GTT CCG -3 ; 人 ABCA1 引物序列, 上游 5 - GGT TTG GAG ATG GTT ATA CAA TAG TTG T-3, 下游 5 - CCC GGA AAC GCA AGT CC -3. 反应结束后进行扩增曲线溶解曲线分析及结果统计. 目的基因的表达量采用 2 - Ct 方法计算,miR-33a/b 的表达用 U6 做内参照, 其余用 β-actin 做内参照染色体免疫共沉淀分析 THP-1 巨噬细胞在室温中用 PBS 漂洗后, 加入终浓度为 1% 的甲醛室温孵育 10 min. 冰上裂解细胞, 收集裂解液于 1.5 ml 的 Ep 管冰上超声震动,3 次, 将染色体剪切成长约 0.2~1 kb 的片段. 加入兔抗人 NF-κB p65 抗体或兔 IgG, 加入 20 μl 悬浮的 protein A 磁珠,4 孵育过夜. 用磁力架把磁珠 - 抗体 - 染色体复合体分离, 彻底移除上清. 加入裂解缓冲液解交联 DNA 和蛋白复合体,62 振荡孵育 2 h,95 孵育 10 min, 冷却后用磁力架分离磁珠, 将上清转移到一个新 EP 管内. 分离纯化 DNA 后, 样品用 RT-PCR 分析蛋白质免疫印迹检测收集处理后的细胞,PBS 洗涤 3 次, 用悬浮缓冲液裂解 10 分钟. 4,10000 rpm 离心 10 min, 小心吸出上清液, 用 BCA 法进行蛋白定量. 上清液按 4:1 加入 5 SDS 凝胶加样缓冲液,100 孵育 10 min. 10% SDS-PAGE 电泳后电转移至 PVDF 膜上. 5% 脱脂牛奶室温封闭 2 h, 分别加入 SREBP1 SREBP2 ABCA1 和 β-actin 一抗,4 过夜,TBST 洗涤 30 min, 每 10 min 换液 1 次. 加入辣根过氧化物酶标记的二抗, 室温孵育 1 h,tbst 洗涤 30 min, 每 10 min 换液 1 次. 用 Western blot 荧光检测试剂盒显示于 X 光片细胞胆固醇流出率检测 - 3 -

4 - 4 - Prog. Biochem. Biophys. 细胞在含 0.2 µci/ml [ 3 H]- 胆固醇的培养液中孵育 24 h. 按各实验分组的要求处理细胞后, 置含 0.1% (w/v)bsa 的培养基中培养 12 h,pbs 洗涤细胞, 再置含 25 µg/ml 人血浆 apo A-I 的流出培养基中孵育 6 h. PBS 液洗涤细胞, 裂解细胞后, 用液体闪烁计数法检测培养液和细胞中的 [ 3 H] 胆固醇. 胆固醇流出率用如下公式计算 : 流出率 (%)=[ 培养液 cpm/( 细胞 cpm+ 培养液 cpm)] 100% 统计学分析实验所得数据采用均数 ± 标准差 ( ±s) 表示. 用 SPSS 13.0 进行统计处理, 两样本均数的比较采用 t 检验, 多样本组间均数比较采用单因素方差分析, 以 P<0.05 判定差异的显著性. 2 实验结果 2.1 NF-κB 活化对细胞 mir-33s 和 SREBPs 表达的影响采用 LPS 活化 NF-κB, 观察 mir-33a 及其宿主基因 SREBP-2 和 mir-33b 及其宿主基因 SREBP-1 的 mrna 表达变化. 结果显示, 随 LPS 浓度的增加,miR-33s 及其宿主基因 SREBPs 的表达逐渐增加 ( 图 1). 使用 PDTC 抑制 NF-κB 活化后,miR-33s 及其宿主基因 SREBPs 的 mrna 表达明显下降 ( 图 2a), SREBPs 的蛋白表达也受到抑制 ( 图 2b,c). Fig. 1 The effect of NF-κB activation on the expression of mir-33s and SREBPs mrna in THP-1 macrophage derived foam cells. THP-1 macrophage-derived foam cells were treated with different concentrations of LPS (0, 1, 10, 100ng/ml). The levels of mir-33a/srebp-2 (a) and mir-33b/srebp-1 (b) in THP-1 macrophage derived foam cells were measured by real-time PCR, respectively. The data are represented as the ±s. n=3 in each group. *P < 0.05 vs the control group

Prog. Biochem. Biophys. - 5 - Fig. 2 The effect of NF-κB inhibition on the expression of mir-33s and SREBPs in THP-1 macrophage derived foam cells.

5 Prog. Biochem. Biophys Fig. 2 The effect of NF-κB inhibition on the expression of mir-33s and SREBPs in THP-1 macrophage derived foam cells. THP-1 macrophage-derived foam cells were treated with LPS or LPS+PDTC. (a) The levels of mir-33s and SREBPs mrna in THP-1 macrophage derived foam cells were measured by RT-PCR. (b) The protein expression of SREBPs was detected by Western blot. (c) Histogram showed the SREBPs proteins expression determined by densitometric analysis respectively. The data were represented as the ±s. n=3 in each group. *P < 0.05 vs the control group. 2.2 NF-κB p65 与 SREBPs 启动子区直接结合 NF-κB p65 可与 SREBPs 的启动子区直接结合, 加入 LPS 后,NF-κB p65 与 SREBPs 启动子区含 κbre 的结合更加显著 ( 图 3), 提示 NF-κB 在细胞内被激活后, 可直接结合至 SREBPs 的启动子区 κbre 部位, 进而促进 SREBPs 基因的转录 Fig. 3 Recruitment of NF-κB to the κbre region of SREBPs promoter. Chromatin from THP-1 cells were analyzed for the recruitment of NF-κB to the κbre region of SREBP-2 promoter (a) and SREBP-1 promoter (b) by ChIP as described in the Experimental Procedures. *P < 0.05 vs. control group 2.2 mir-33s 在 NF-κB 活化诱导 ABCA1 表达抑制中的作用加入 LPS 后,ABCA1 的 mrna 和蛋白表达均明显下降, 使用 mir-33a/b 的抑制剂处理细胞后,NF-κB 活化抑制 ABCA1 的作用减轻 ( 图 4a-c); 转染 mir-33a/b 模拟物的细胞组,NF-κB 对 ABCA1 的抑制作用进一步加重 ( 图 4d-f)

6 - 6 - Prog. Biochem. Biophys. Fig. 4 The effect of mir-33s inhibition or overexpressing on ABCA1 suppression induced by NF-κB activation. THP-1 macrophage-derived foam cells were treated with LPS, followed by treated with mir-33s inhibitor and mir-33s mimic, respectively. The levels of ABCA1 mrna (a, d) were measured by RT-PCR and protein (b, e) by western blotting assays. (c, f) Histogram showed the ABCA1 proteins expression determined by densitometric analysis respectively. The data were represented as the ±s. Inh: inhibitor; Mim: mimic. n=3 in each group. *P < 0.05 vs the control group (con inh or con mim). # P < 0.05 vs. LPS group (LPS + con inh or LPS + con mim). 2.3 mir-33s 在 NF-κB 活化诱导胆固醇流出抑制中的作用液闪计数法检测显示, 与对照组比较,NF-κB 活化可明显抑制巨噬细胞胆固醇流出, 加入 mir-33a/b 的抑制剂处理细胞后,apoA-I 介导的胆固醇流出得以部分恢复 ( 图 5a); 转染 mir-33a/b 模拟物的细胞组, apoa-i 介导的胆固醇流出进一步受到抑制 ( 图 5b)

7 Prog. Biochem. Biophys Fig. 5 The effect of mir-33s inhibition or overexpressing on the cholesterol efflux suppression induced by NF-κB activation. THP-1 macrophage-derived foam cells were treated with LPS, followed by treated with mir-33s inhibitor (a) and mir-33s mimic (b), respectively. Cellular cholesterol efflux was analyzed by liquid scintillation counting assays as described in Methods. The data were represented as the ±s. n=3 in each group. *P < 0.05 vs the control group (con inh or con mim). # P < 0.05 vs. LPS group (LPS + con inh or LPS + con mim). 3 讨论 mirnas 是一类高度保守的非编码小 RNA, 主要通过与靶基因的 3 非翻译区靶向结合, 在转录后水平降解靶基因 mrna 或抑制蛋白质翻译. 多项研究表明 mirnas 参与调控脂质代谢及炎症因子的表达, 介导 [6] As 的形成. mir-33s 等 mirnas 可调控机体脂代谢能力. 抑制 mir-33s 的表达,LDLR 基因敲除小鼠 As 斑 [7] 块面积减少. 深入探讨 mirnas 在调控脂质代谢和 As 形成中的作用和机制, 对于心脑血管疾病的防治具有重要的意义. mir-33s 包含两个内含子 mirna 亚型,miR-33a 和 mir-33b, 分别由 SREBP-2 和 1 内含子编码. SREBPs 是调节脂质代谢的重要转录因子. 研究发现, 当 SREBPs 被激活后,miR-33a 和 mir-33b 被共转 [8, 9] 录, 并参与到细胞胆固醇外流 HDL 合成脂肪酸降解及胆汁酸盐合成的过程中. 本实验发现,NF-κB 活化可促进巨噬细胞 mir-33s 及其宿主 SREBPs 的表达升高, 而抑制 NF-κB 后,miR-33s 和 SREBPs 的表达明显下降, 说明炎症因素参与调控脂质代谢, 影响 As 的发生发展. SREBPs 在心血管疾病发生发展中起重要作用, 然而 SREBPs 在体内的调控机制还未完全阐明. 生物信息学研究发现, 在 SREBPs 的启动子中存在 NF-κB 的潜在结合序列, 本实验通过染色体免疫共沉淀显示 NF-κB 可结合在 SREBPs 的启动子上, 证实了生物信息学的推测, 说明 SREBPs 是 NF-κB 活化后的靶基因, 其启动子上的 κbre 是导致 SREBPs 表达的功能性顺式作用元件. NF-κB 是炎症调节中的重要转录因子, SREBPs 是脂质代谢中的重要转录因子, 二者之间的联系体现了炎症和脂质代谢之间的密切关系, 炎症有可能通过调节体内脂质变化, 从而影响 As 的发生发展. mir-33s 的主要靶基因是 ABCA1. ABCA1 是介导胆固醇流出最重要的膜转运体, 研究表明 mir-33s 可抑制 ABCA1 表达, 减少细胞内胆固醇流出, 导致泡沫细胞的形成, 反之, 下调 mir-33s, 细胞 ABCA1 表 [10-12] 达升高, 胆固醇流出增加, 泡沫细胞的形成减少. 我们之前的研究发现,NF-κB 活化抑制 ABCA1 的表 [13] 达以及胆固醇流出, 但其机制不明. 本实验中, 我们发现 NF-κB 活化促进 mir-33s 及其宿主 SREBPs 的 - 7 -

8 - 8 - Prog. Biochem. Biophys. 表达, 进而调控 ABCA1 表达进一步探讨 mir-33s 在 NF-κB 活化抑制 ABCA1 及胆固醇流出中的作用, 发现 mir-33s 抑制后,NF-κB 活化抑制 ABCA1 及胆固醇流出的作用减轻, 相反, 转染 mir-33s 模拟物后,NF-κB 对 ABCA1 和胆固醇流出的抑制作用进一步加重, 这些都说明 NF-κB 可通过改变 mir-33s 水平调控巨噬细胞 ABCA1 表达和胆固醇流出. 本研究揭示了 NF-κB 活化后调节巨噬细胞功能的一种新的作用模式, 在调控巨噬细胞炎症以外,NF-κB 活化还能抑制 ABCA1 表达和胆固醇流出, 促进巨噬细胞脂质蓄积, 其机制与 NF-κB 活化调控 mir-33s 的表达有关. 除了 mir-33s 外,miR-19b [14] mir-20s [15] 和 mir-758 [16] 等, 都可以调节 ABCA1 的表达. NF-κB 能否通过激活这些 mirnas, 并调控 ABCA1, 还需要具体的实验验证. 总之, 本实验深入研究了 NF-κB 促巨噬细胞脂质蓄积的机制, 有助于深入理解炎症在促 As 的重要作用, 也为以 NF-κB-miR-33s 途径为靶点抑制炎症和防治 As 提供了新的实验依据. 参考文献 [1] 路倩, 陈五军, 尹凯, 等. 动脉粥样硬化中胆固醇外流的研究进展., 2012, 39(4): [2] Adorni MP, Zimetti F, Billheimer JT, et al. The roles of different pathways in the release of cholesterol from macrophages. J Lipid Res, 2007, 48(11): [3] Kim EJ, Lewis DJ, Duvic. M Novel Mutations Involving NF-κB and B-Cell Signaling Pathways in Primary Cutaneous Large B-Cell Lymphoma, Leg-Type and Comparison with Sézary Syndrome. J Invest Dermatol, 2017, 137(9): [4] Li H, Jiao Y, Xie M. Paeoniflorin Ameliorates Atherosclerosis by Suppressing TLR4-Mediated NF-kappaB Activation. Inflammation, 2017, 40(6): [5] 陈五军, 尹凯, 赵国军, 等. micrornas 脂质代谢调控新机制., 2011, 38(09): [6] Laffont B, Rayner KJ. MicroRNAs in the Pathobiology and Therapy of Atherosclerosis. Can J Cardiol, 2017, 33(3): [7] Rayner KJ, Sheedy FJ, Esau CC, et al. Antagonism of mir-33 in mice promotes reverse cholesterol transport and regression of atherosclerosis. J Clin Invest, 2011, 121(7): [8] Davalos A, Goedeke L, Smibert P, et al. mir-33a/b contribute to the regulation of fatty acid metabolism and insulin signaling. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011, 108(22): [9] Zhang X, Fernandez-Hernando C. mir-33 Regulation of Adaptive Fibrotic Response in Cardiac Remodeling. Circ Res, 2017, 120(5):

9 Prog. Biochem. Biophys [10] Rayner KJ, Esau CC, Hussain FN, et al. Inhibition of mir-33a/b in non-human primates raises plasma HDL and lowers VLDL triglycerides. Nature, 2011, 478(7369): [11] Najafi-Shoushtari SH, Kristo F, Li Y, et al. MicroRNA-33 and the SREBP host genes cooperate to control cholesterol homeostasis. Science, 2010, 328(5985): [12] Rayner KJ, Suarez Y, Davalos A, et al. MiR-33 contributes to the regulation of cholesterol homeostasis. Science, 2010, 328(5985): [13] 曹冬黎, 尹凯, 莫中成, 等. 脂多糖通过核因子 -κb 途径下调泡沫细胞 ATP 结合盒转运体 A1 的表达., 2010, 37(5): [14] Lv YC, Tang YY, Peng J, et al. MicroRNA-19b promotes macrophage cholesterol accumulation and aortic atherosclerosis by targeting ATP-binding cassette transporter A1. Atherosclerosis, 2014, 236(1): [15] Liang B, Wang X, Song X, et al. MicroRNA-20a/b regulates cholesterol efflux through post-transcriptional repression of ATP-binding cassette transporter A1. Biochim Biophys Acta, 2017, 1862(9): [16] Mandolini C, Santovito D, Marcantonio P, et al. Identification of micrornas 758 and 33b as potential modulators of ABCA1 expression in human atherosclerotic plaques. Nutr Metab Cardiovasc Dis, 2015, 25(2):

10 Prog. Biochem. Biophys. The Role of mir-33s in ABCA1 Expression and Cholesterol Efflux Suppression Induced by Nuclear Factor - kappa B CHEN Jun 1) **, JIANG Ting 2) **, LI Meng-Qi 1), ZHAO Guo-Jun 1) *** (1)Department of Histology and Embryology, Guilin Medical University, Guilin, , China;( 2 )Dean's Office, Guilin Medical University, Guilin, , China) Abstract To investigate the role of mir-33s in the inhibition of ATP-binding cassette transporter A1 (ABCA1) expression and cholesterol efflux induced by NF-κB, THP-1 macrophage-derived foam cells were treated with different concentrations of LPS to activate NF-κB with or without PDTC (NF-κB inhibitors),the mrna expression of mir-33s and its host gene SREBPs were detected by RT-PCR, the proteins expression of SREBPs were detected by Western blot, the binding of NF-κB p65 to SREBPs promoters were detected by chromatin immunoprecipitation. After cells were treated with LPS, MiR-33s inhibitor or mimic were transfected, ABCA1 mrna and protein were detected by RT-PCR and Western blot, respectively. The cholesterol efflux was detected by liquid scintillation counter. The results showed that expression of mir-33s and SREBPs were increased by NF-κB activation and decreased by adding PDTC. NF-κB p65 could directly combine with the SREBPs promoter. After transfected with mir-33s inhibitor, the inhibitory effect of NF-κB activation on ABCA1 expression was weakened, and cholesterol efflux was increased. On the contrary, the inhibitory effect on ABCA1 strengthened and cholesterol efflux decreased after transfected by mir-33s mimic. These results suggested that NF-κB activation could promote mir-33s expression, inhibit ABCA1 expression and cholesterol efflux. Key words mir-33s,nuclear Factor - kappa B,ATP-binding cassette transporters A1,cholesterol efflux *This work was supported by grants from The National Natural Science Foundation of China ( ) and Basic skills of young teachers in guangxi colleges and universities (KY2016LX597). **These authors contributed equally to this work. ***Corresponding author. Tel: , zzhcsu@163.com Received: November 1, 2017 Accepted:March 26, 2018 Available online: March 27,

600 现代药物与临床 Drugs & Clinic 第 31 卷第 5 期 2016 年 5 月 were significantly decreased, but the levels of IL-12 in two groups were significantly increa

600 现代药物与临床 Drugs & Clinic 第 31 卷第 5 期 2016 年 5 月 were significantly decreased, but the levels of IL-12 in two groups were significantly increa 现代药物与临床 Drugs & Clinic 第 31 卷第 5 期 2016 年 5 月 599 喘可治注射液联合细辛脑注射液治疗小儿毛细支气管炎的临床研究唐辉英, 佘定平, 马颐娇深圳市儿童医院呼吸科, 广东深圳 518026 摘要 : 目的探讨喘可治注射液联合